Actualidad Avipecuaria
Wednesday, 28 June del 2017

MV. Nelson Ruiz Ríos

Asesor técnico en MONTANA S.A.



Uso de reguladores de crecimiento (IGR) como parte de un eficaz control integrado de moscas

Todas las excretas animales resultan útiles para la reproducción de las moscas, aunque los residuos de avicultura, porcicultura y terneraje han demostrado ser los sustratos más eficientes, probablemente debido a su rico contenido nutricional en comparación con los producidos por animales alimentados exclusivamente con base a vegetales y fibra (caballos, cabras, vacas, etc.).

Uso de reguladores de crecimiento (IGR)  como parte de un eficaz control integrado de moscas
Lima, Perú
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De acuerdo con la clasificación vigente del Sistema de Información Taxonómica Integrada de USA (ITIS), la mosca común (Musca domestica) es un artrópodo perteneciente a la clase Insecta, orden Diptera y familia Muscidae. Aunque originaria de las estepas del Asia central, se encuentra actualmente distribuida alrededor del mundo, en todos los climas y en una gran variedad de ambientes —desde el rural hasta el urbano—, siempre asociada a los seres humanos o a sus actividades, lo que corresponde a sinantropismo (Sánchez y Capinera, 2014).

El ciclo de vida de la Musca domestica es de metamorfosis completa (holometábolo) y comprende cuatro estadios bien definidos: huevo, larva, pupa y adulto. Bajo condiciones ideales (clima cálido y un sustrato nutritivo y húmedo), este ciclo biológico puede ser tan corto como de siete a diez días (Sánchez y Capinera, 2014); mientras que, si las condiciones no son las idóneas, el ciclo puede ser tan largo como de tres meses. Los huevos son depositados en materia orgánica como excremento o basura, y la eclosión ocurre en muy pocas horas. La joven larva requiere necesariamente de aire fresco y oxígeno para sobrevivir: si el sustrato es excesivamente húmedo, solo puede sobrevivir en la superficie; a su vez, si el sustrato es más seco, puede penetrar varios centímetros. La larva pasa por tres estadios en un tiempo que puede durar de tres días a varias semanas, en función de la temperatura y de los nutrientes disponibles. Cuando la fase de alimentación del último estadio larval ha concluido, esta larva L3 migra a un lugar más seco y se entierra o esconde debajo de objetos que le brinden protección (piedras, sacos, champas de tierra, etc.). Una vez ahí, forman una cubierta capsular, la pupa, dentro de la cual toma lugar la transformación de larva a adulto. Esto usualmente toma de dos a diez días, y luego la mosca internamente ejerce presión sobre la parte superior de la pupa para poder emerger. Poco tiempo después, la mosca expande sus alas, seca y endurece su cuerpo. La mosca adulta es gris, de unos 6 a 9 mm, y tiene cuatro líneas oscuras en el dorso. Un par de días después de la eclosión, la mosca es capaz de reproducirse. Bajo condiciones normales, una mosca hembra raramente ovoposita más de cinco veces en su vida, y casi nunca más de 120-130 huevos en cada ocasión (Rozendaal, 1997).

Las moscas no solo representan una molestia estética o visual, sino que, sobre todo, representan un peligro sanitario para el ser humano y para sus animales. Son capaces de transmitir microorganismos patógenos por desprendimiento mecánico desde su exoesqueleto, por regurgitación de comida no digerida o a través de sus deposiciones fecales. Esta última es, probablemente, la vía más importante, ya que protege y favorece la multiplicación del microorganismo en su interior (Graczyk et al., 2005 y Ramírez et al., 2012). Esta transmisión de microorganismos patógenos (más de cien) son generalmente intestinales (Bejar et al., 2006 y Quiceno et al., 2010) y se ve favorecida, además, del ya mencionado comportamiento sinantrópico, por la predilección de las moscas a permanecer dentro de edificaciones cerradas (endofilia), por su alto poder reproductivo y por su atracción a múltiples sustratos (polifagia) que son fuente de contaminación, como desperdicios, cadáveres, secreciones y excretas (Marchiori et al., 2002 y Ramírez et al., 2012).

Todas las excretas animales resultan útiles para la reproducción de las moscas, aunque los residuos de avicultura, porcicultura y terneraje han demostrado ser los sustratos más eficientes, probablemente debido a su rico contenido nutricional en comparación con los producidos por animales alimentados exclusivamente con base a vegetales y fibra (caballos, cabras, vacas, etc.). En pruebas experimentales, estos residuos han logrado una reproducción más veloz, pupas más grandes y pesadas, y mayor porcentaje de emergencia de moscas adultas (Larraín y Salas, 2007).

Debido a los riesgos sanitarios expuestos en el párrafo anterior, es que se considera a la mosca común como un insecto plaga, ya que además de su aparición masiva y repentina, es capaz de ocasionar graves problemas sanitarios al ser humano y sus animales, con las consecuentes pérdidas económicas que ello implica. Es por esto que se hace necesario implementar un adecuado programa de control que incluya medidas higiénico-culturales, control físico y control químico como adulticidas y reguladores de crecimiento. A continuación, se ahonda un poco sobre estos últimos.

Reguladores de crecimiento

Existen varias enzimas involucradas en los procesos de crecimiento y desarrollo normal de los insectos, y dos de ellas juegan claramente los roles principales: la ecdisona (comúnmente llamada “la hormona de la muda”, MH) y la hormona juvenil (JH). La ecdisona regula la muda de los insectos y la hormona juvenil, la formación corporal del mismo después de la muda. Niveles relativos de ambas hormonas direccionan el desarrollo del insecto desde la eclosión del huevo hasta su fase adulta. Aprovechando este conocimiento, se ha propuesto utilizar estas dos hormonas, así como sus agonistas y antagonistas sintéticos, en el control de insectos plaga (Viñuela et al., 1991).

Un tercer gran grupo de los reguladores de crecimiento (IGR) hace referencia a los inhibidores de la formación de cutícula. Esta inhibición de la cutícula ocurre en las larvas y pupas de dípteros y algunos otros insectos. Dentro de este grupo de IGR se encuentra la ciromazina, si bien el mecanismo exacto de su actividad permanece aún por esclarecerse (Bel et al., 2000).

Piriproxifeno

En la actualidad, el piriproxifeno es el análogo más potente de la hormona juvenil (JHA) de los insectos, con la ventaja adicional de tener muy baja toxicidad para mamíferos. El piripoxifeno proporciona un eficiente control contra varias familias y especies de insectos plaga y ha sido utilizado exitosamente para el control de plagas en numerosos cultivos agrícolas y en el sector pecuario y de salud pública.

Esta hormona agonista inhibe la metamorfosis y embriogénesis en muchos insectos, entre ellos los dípteros Musca domestica (Sulaiman et al., 2008), Stomoxys calcitrans (Liu et al., 2012), Drosophila melanogaster (Bensebaa et al., 2015), Aedes sp., Culex sp., Anopheles sp. (Invest y Lucas, 2008), etc. Asimismo, suprime la ovoposición, reduce la viabilidad de los huevos, reduce la fecundidad e interfiere en la muda al influenciar en la actividad de las quitinasas.

Geden y Devine probaron, en 2012, que las moscas grávidas son capaces de diseminar mecánicamente la molécula del piriproxifeno hacia los lugares de reproducción, lo cual inhibe posteriormente la reproducción y futura población de moscas.

Ciromazina

La ciromazina altera, sobre todo en dípteros, el normal desarrollo de cutícula, además de afectar la muda, detener la alimentación y ocasionar finalmente la muerte. Otro efecto de este inhibidor de la síntesis de cutícula es el incremento en la mortalidad de los huevos expuestos. Los reportes de efectividad de ciromazina contra estadios inmaduros de coleópteros son variables: Karimzadeh et al. reportó en 2007 su efectividad contra estadios inmaduros del escarabajo Leptinotarsa decemlineata, mientras que Lucas et al., en 2004, refiere su poca actividad contra el escarabajo Coleomegilla maculata, si bien lo menciona como un efecto positivo al no afectar a este coleóptero predador de otros insectos plaga. Este mismo comportamiento selectivo ya había sido reportado en la década de los ochenta, cuando Nelson et al., en 1986, encontró alta efectividad de la ciromazina contra especies de Aedes y Culex, y un efecto protector en otras cuatro especies de mosquitos predadores no considerados plagas.

La ciromazina es administrada a las aves a través del alimento (LARVADEX 10 %) o directamente en la materia orgánica (NEPOREX 50 SP) para el control de Musca domestica (Vazirianzadeh et al., 2007), Fannia canicularis (Meyer et al., 1987), Stomoxys calcitrans (Taylor et al., 2012) y otras moscas. También es utilizada en el alimento de vacas, con buenos resultados en el control de moscas (Miller y Schmidtmann, 1985).

La dosis mínima recomendada de ciromazina en la alimentación de aves es de 5 ppm; de esta cantidad, se elimina más del 99 % en las excretas (FAO), con lo cual se asegura una óptima distribución de la molécula en las mismas, haciendo de ese sustrato un medio hostil para el desarrollo de las fases inmaduras de las moscas.

Evaluaciones sugeridas

En MONTANA se han tenido excelentes resultados para los IGR de aplicación directa y se han hecho demostraciones previas de efectividad y seguimiento con evaluaciones de población de moscas a lo largo del tiempo. Una evaluación sugerida es realizar comparativos in vitro entre dos envases que contengan materia orgánica con abundantes larvas: a uno se le aplica la solución con IGR en la dosis sugerida y al otro envase no se le aplica nada. Se coloca malla mosquitera para sellar el envase, de manera que no exista posibilidad de que las moscas que nazcan puedan escapar. Al cabo de varios días (o semanas, según la temperatura de la zona), emergerán moscas en el envase que no se trató, mientras que en el envase tratado con IGR no se evidenciará nacimiento de moscas, lo que demuestra la efectividad del IGR evaluado.

Resultados esperados al usar IGR

Al actuar sobre las fases inmaduras y no sobre los individuos adultos, la percepción de la reducción de la población se dará cuando las moscas que ya eran adultas al inicio del tratamiento mueran (por tratamiento químico adulticida paralelo o al cumplir su ciclo de vida natural) y las nuevas generaciones no hayan llegado a emerger por acción de los IGR aplicados en el alimento o directamente en la materia orgánica. Es importante anotar que, por esta razón, cuando se usa IGR la reducción de la población de moscas no es inmediata.

Para lograr óptimos resultados con el uso de IGR es deseable:

• Que el IGR sea aplicado en toda la producción pecuaria. Si la granja es de crianza multiedad, deben tratarse a todas las edades.

• Que no existan otros potenciales lugares de reproducción de moscas cercanos a la granja. Por ejemplo: granjas que no tienen instaurado un programa antimoscas, basurales, guano en cultivos agrícolas, etc.

• Que la humedad de la cama no sea anormalmente excesiva (por un problema intestinal de las aves o por una mala regulación de la presión de agua).

• Que el programa sea complementado con un insecticida adulticida. Esto, debido a que siempre habrá una cantidad de moscas que consiguen emerger, pues llegan a desarrollarse en materia orgánica dentro del galpón que no está tratado; por ejemplo: alimento derramado y humedecido, animales muertos no recogidos, etc.

• Que la eficiencia de mezclado del molino sea superior al 80 % para molinos verticales y al 90 % para molinos horizontales.

MONTANA pone a disposición de sus clientes la asesoría especializada en el uso de los siguientes IGR:

• JUVENSOL 20 EC (Piriproxifen 20 %). Aplicación directa. • NEPOREX 50 SP (Ciromazina 54,3 %). Aplicación directa.

• LARVADEX 10 % (Ciromazina 10 %). En el alimento.

Referencias

• Bejar, V., Chumpitaz, J., Pareja, E., Valencia, E., Huamán, A., Sevilla, C., Tapia, M., y Saez, G. (2006). Musca domestica como vector mecánico de bacterias enteropatógenas en mercados y basurales de Lima y Callao. Rev Peru Med Exp Salud Publica, 23(1), 39-43.

• Bel, Y., Wiesner, P., y Kayser, H. (2000). Candidate target mechanisms of the growth inhibitor cyromazine: Studies of phenylalanine hydroxylase, puparial aminoacids, and dihydrofolate reductase in dipteran insects. Arch Insect Biochem Physiol, 45(2), 69-78.

• Bensebaa, F., Kilani-Morakchi, S., Aribi, N., y Soltani, N. (2015). Evaluation of pyriproxyfen, a juvenile hormone analog, on Drosophila melanogaster. Insecticidal activity, ecdysteroid contents and cuticle formation. Eur J Entomol, 112(4), 625-631.

• Geden, C. J., y Devine, G. J. (2012). Pyriproxyfen and house flies (Diptera: Muscidae): effects of direct exposure and autodissemination to larval habitats. J Med Entomol, 49(3), 606-613.

• Graczyk, T. K., Knight, R., y Tamang, L. (2005). Mechanical transmission of human protozoan parasites by insects. Clin Microbiol Rev, 18(1), 128-132.

• Invest, J. F., Lucas, J. R. (2008). Pyriproxyfen as a mosquito larvicide. Proceedings of the Sixth International Conference on Urban Pests. 239-245.

• Karimzadeh, R., Hejazi, M. J., Rahimzadeh, F., y Moghaddam, M. (2007). Laboratory evaluation of five chitin synthesis inhibitors against the Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata. J Insect Sci, 7, 50.

• Larraín, P., y Salas, C. (2007). House Fly (Musca domestica) (Diptera: Muscidae) development in different types of manure. Chilean J Agric Res, 68, 192-197.

• Liu, S. S., Li, A. Y., Lohmeyer, K. H., Pérez de León, A. A. (2012). Effects of pyriproxyfen and buprofezin on immature development and reproduction in the stable fly. Medical and Veterinary Entomology. 26(4), 379-385.

• Marchiori, C. H., Pereira, L. A. y Otacilio, M. S. (2002). Encontro do parasita Hemencyrtus herbetii (Hymenoptera: Encyrtidae) em Musca domestica (Diptera: Muscidae). Brasil. Rev Saúde Pública, 36(2), 248-249.

• Miller, R. W., y Schmidtmann, E. T. (1985). Feeding cyromazine (Larvadex©) to dairy calves for the control of house flies. J Agric Entomol, 2(4), 313-316.

• Nelson, F. R. S., Holloway, D., y Mohamed, A. K. A. (1986). A laboratory study of cyromazine on Aedes aegypti and Culex quinquefasciatus and its activity on selected predators of mosquito larvae. Journal of the American Mosquito Control Association, 2(3), 296-299.

• Quiceno, J., Bastidas, X., Rojas, D., y Bayona, M. (2010). La mosca doméstica como portador de patógenos microbianos en cinco cafeterías del norte de Bogotá. Revista UDCA Actualidad y Divulgación Científica, 13(2), 23-29.

• Ramírez, O. Y., Carvajal, F. M., Ortega, Y. R., Reina, A. Y., y Rojas, M. I. (2012). Mosca domestica (Musca domestica) como vector mecánico de enterobacterias en expendios de embutidos de Tunja (Boyacá, Colombia). Ciencia y Agricultura 9(3), 34-39.

• Rozendaal, J. A. (1997). Vector control. Methods for use by individuals and communities. Geneva: World Health Organization.

• Sanchez-Arroyo, H., y Capinera, J. L. (2014). House fly, Musca domestica Linnaeus (Insecta: Diptera: Muscidae). Departamento de Nematología y Nematología de la Universidad de Florida. Recuperado de http:// citeseerx.ist.psu.edu/viewdoc/download?doi =10.1.1.594.65&rep=rep1&type=pdf.

• Sulaiman, S., Hidayatul, S. H., Syed-Mustaffa, M., y Jeffery, J. (2008). Effects of pyriproxyfen and buprofezin on immature development and reproduction in the stable fly. Journal of Arthropod-borne diseases, 2(1), 1-6

• Taylor, D. B., Friesen, K., Zhu, J. J., y Sievert, K. (2012). Efficacy of cyromazine to control immature stable flies (Diptera: Muscidae) developing in winter hay feeding sites. J Econ Entomol, 105(2), 726-731.

• Vazirianzadeh, B., Jervis, M. A., y Kidd, N. A. C. (2007). The effects of oral application of cyromazine and triflumuron on house-fly larvae. Iranian J Arthropod-borne diseases, 1(2), 7-13.

• Viñuela, E., Budia, F., y Del Estal, P. (1991). Los insecticidas reguladores del crecimiento y cutícula. Bol San Veg Plagas, 17, 391-400.

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